Kapazität - Capacitation

Kapazitation ist der vorletzte Schritt bei der Reifung von Säugetiersamenzellen und ist erforderlich , um sie kompetent zu machen , befruchten eine Eizelle . Dieser Schritt ist ein biochemisches Ereignis; die Spermien bewegen sich normal und sehen vor der Kapazitation reif aus. In vivo kommt es nach der Ejakulation zur Kapazitation , wenn die Spermatozoen die Vagina verlassen und in den oberen weiblichen Fortpflanzungstrakt eintreten . Der Uterus hilft bei den Schritten der Kapazitation, indem er sterolbindendes Albumin , Lipoproteine und proteolytische und glykosidasische Enzyme wie Heparin absondert .

Bei der In-vitro- Fertilisation erfolgt die Kapazitation durch Inkubation von Spermatozoen, die entweder ejakuliert oder aus dem Nebenhoden extrahiert und in einem definierten Medium für mehrere Stunden inkubiert wurden. Es gibt verschiedene Techniken, um den Kapazitationsschritt durchzuführen: einfaches Waschen, Migration (Swim-up), Dichtegradienten und Filter. Ziel ist es, möglichst viele bewegliche Spermien zu isolieren und unbewegliche oder tote Spermien zu eliminieren. Nach entweder in-vivo- oder in-vitro- Kapazität müssen die Spermien den letzten Reifungsschritt, die Aktivierung, unter Beteiligung der Akrosomreaktion durchlaufen .

Nicht-Säuger-Spermien benötigen diesen Kapazitationsschritt nicht und sind sofort nach der Entlassung aus dem Männchen bereit, eine Eizelle zu befruchten.

Funktion und Mechanismus

Die Kapazitation hat zwei Auswirkungen: Destabilisierung der akrosomalen Spermienkopfmembran, die es ihr ermöglicht, die äußere Schicht der Eizelle zu durchdringen, und chemische Veränderungen im Schwanz, die eine größere Beweglichkeit der Spermien ermöglichen. Die Veränderungen werden durch die Entfernung von Sterolen (zB Cholesterin ) und nicht-kovalent gebundenen Nebenhoden-/Seminal- Glykoproteinen erleichtert . Das Ergebnis ist eine flüssigere Membran mit einer erhöhten Permeabilität für Ca ²⁺ -Ionen.

Ein Einstrom von Ca ²⁺ führt zu erhöhten intrazellulären cAMP- Spiegeln und damit zu einer Erhöhung der Motilität. Die Hyperaktivierung fällt mit dem Einsetzen der Kapazitation zusammen und ist das Ergebnis des erhöhten Ca ²⁺ -Spiegels. Es hat eine synergistische stimulierende Wirkung mit Adenosin, die die Adenylylcyclase- Aktivität in den Spermien erhöht .

Das Tripeptid- Fertilisation-Promoting-Peptid (FPP) ist essentiell für die Kontrolle der Kapazitation. FPP wird als Bestandteil der Samenflüssigkeit in der Prostata produziert . FPP kommt während der Ejakulation mit den Spermatozoen in Kontakt, da sich Sperma und Samenflüssigkeit vermischen. Ein hoher Anteil an aktivem FPP verhindert eine Kapazitation. Nach der Ejakulation sinkt die Konzentration von FPP im weiblichen Fortpflanzungstrakt.

Induktion

Da assistierte Reproduktionstechniken oder ARTs wie die In-vitro- Fertilisation (IVF) oder die intrauterine Insemination (IUI) die Induktion der Samenzellenkapazität außerhalb der normalen biologischen Parameter erfordern, wurden zahlreiche Methoden entwickelt, um diesen Prozess in Säugerspermien zu induzieren. Samenzellen werden durch Ejakulation geerntet oder aus dem kaudalen Nebenhoden geerntet und bei Raumtemperatur verflüssigt. Die Kapazitation kann dann durch Zugabe von Medien induziert werden, die die elektrolytische Zusammensetzung der Eileiter nachahmen , in denen die Befruchtung stattfindet. Diese Medien variieren je nach Spezies, basieren jedoch auf Kochsalzlösung und enthalten Energiesubstrate wie Laktat, Pyruvat und möglicherweise Glukose. Ein Cholesterinakzeptor ist erforderlich, um die Entfernung von Cholesterin aus der Spermienzellmembran zu erleichtern, bei der es sich immer um Albumin handelt. Rinderserumalbumin wird typischerweise für in-vitro- Tierstudien verwendet, und Humanserumalbumin (HSA) wird bei der Induktion der menschlichen Spermienkapazität verwendet.

Bicarbonat ist ein wichtiger Bestandteil von kapazitationsinduzierenden Medien, da es in das Zytosol mittransportiert wird, wo es die lösliche Adenylylcyclase (sAC) aktiviert und als pH-Puffer wirkt, der notwendig ist, um ein Absinken des pH-Werts in der Kultur zu verhindern, ein notwendiger Zusatz wenn Zellen bei 5% CO ₂ inkubiert werden, wie es im Allgemeinen verwendet wird, obwohl es nicht erforderlich ist. Calciumchlorid wird hinzugefügt, um den Einstrom von Calciumkationen zu erleichtern. In Tiermodellen wird typischerweise das Albuminlactatpyruvat (TALP)-Medium von Tyrode als Basis verwendet, das jede dieser Komponenten enthält. Beim Menschen wird menschliche Eileiterflüssigkeit (HTF) verwendet.

Diese Medien können mit anderen Chemikalien ergänzt werden, um eine hyperaktivierte Spermienmotilität und/oder die Akrosomreaktion zu induzieren. Bei der In-vitro-Fertilisation von Tieren ist Koffein in einer Konzentration von 5 mM ein starker Induktor der Spermienkapazitation in vitro . Calcium- Ionophore sind auch ideal, um eine Kapazitation zu induzieren. Die Zugabe von Heparin zum kapazitationsinduzierenden Medium ahmt die Sekretion von heparinähnlichen Gykosaminoglykanen (GAGs) in der Nähe der Eizelle nach und initiiert die Akrosomreaktion. Dieser Effekt wird durch die Zugabe von Lysophosphatidylcholin (LC) in Verbindung mit Heparin verstärkt. Katecholamine wie Noradrenalin in niedrigen Konzentrationen unterstützen nachweislich die Induktion von Akrosomenreaktionen.

In-vitro- Kapazitätstechniken

Die traditionellen Methoden zur Durchführung der In-vitro- Kapazitation sind:

• Einfaches Waschen: Bei dieser Methode wird nur das Samenplasma entfernt, es werden nicht die besten Spermatozoen ausgewählt. Die Probe wird zentrifugiert und anschließend der Überstand entfernt. Es wird bei schwerer Oligozoospermie, Criptozoospermie oder Hodenbiopsieproben verwendet. Es wird auch vor anderen Kapazitationstechniken durchgeführt.

• Migration (Schwimmen). Zunächst wird zentrifugiert und das Samenplasma eliminiert. Dann werden oben 0,5 -1 ml Kulturmedium zugegeben und nach der Inkubationszeit bei 37 °C sind die am besten beweglichen Spermien vom Boden zum oberen Ende des Röhrchens aufgestiegen (gesunde Spermien gehen in das Kulturmedium). Um die spermatozoenreiche Fraktion zu erhalten, wird die oberste Schicht gesammelt. Es ist immer noch weit verbreitet und nützlich bei Normozoospermie. Es ermöglicht die Gewinnung von Fraktionen mit mehr als 90% PR-Spermien.

• Dichtegradienten. Bei dieser Technik wird ein Röhrchen mit Flüssigkeitsschichten unterschiedlicher Dichte gefüllt und Sperma auf die oberste Schicht gegeben. Dann durchläuft das Röhrchen eine Zentrifugation, um Zelltrümmer und nicht bewegliche Zellen zu filtern. Nach der Zentrifugation befinden sich gesunde Spermien auf der untersten Schicht der Flüssigkeit im Röhrchen, während sich Debris und unbewegliche Spermien in den oberen Schichten befinden. Dieses Verfahren dauert ca. 60 Minuten und ist besonders bei Oligozoospermie, Asthenozoospermie und reichlichen Trümmerproben indiziert. Am Ende werden alle Zellen unten ankommen, aber diejenigen mit mehr Beweglichkeit werden früher ankommen. Dieses Verfahren wird oft nur als "Percoll-Verfahren" bezeichnet, da Percoll häufig als Dichtemedium verwendet wurde, inzwischen aber auch andere Dichtemedien verwendet werden.

• Filtrieren. Es besteht aus einem Filter, der nicht jedes Sperma passieren lässt. Heutzutage wird es weniger verwendet und nur Spermatozoen mit besserer Beweglichkeit passieren den Filter.

Heutzutage gibt es jedoch neue Techniken, die diese übertreffen. Wir haben zum Beispiel PICSI-, MACS- oder Mikrofluidik-Chips.

Messung

Es wurden zahlreiche Methoden entwickelt, um den Grad der Kapazitation von Spermien in vitro zu beurteilen. Die computergestützte Spermienanalyse (CASA) wurde in den 1980er Jahren zur Messung der Spermienkinematik entwickelt. CASA verwendet Phasenkontrastmikroskopie in Kombination mit Spermien-Tracking-Software, um die Parameter der Spermienmotilität zu analysieren. Bestimmte Parameter wie die krummlinige Geschwindigkeit (VCL), die geradlinige Geschwindigkeit (VSL), die durchschnittliche Bahngeschwindigkeit (VAP) und die Amplitude der seitlichen Kopfverschiebung (ALH) sind nachweislich positiv mit dem Erwerb der Düngekompetenz korreliert und werden daher verwendet um die Motilität der hyperaktiven Spermien zu identifizieren.

Während Motilitätsmessungen kritisch sind, um das Vorliegen einer hyperaktiven Motilität zu identifizieren, wurden zusätzliche Methoden entwickelt, um das Auftreten der Akrosomreaktion zu identifizieren. Eine einfache Methode verwendet Coomassie Brillantblau G250, um Zellen zu färben, was einen visuellen Beweis für intakte oder reagierte Akrosomen liefert. Fortgeschrittenere Techniken verwenden Fluoreszenz- oder Elektronenmikroskopieverfahren . Fluorescein- konjugiertes Erdnuss-Agglutinin (FITC-PNA) oder Pisum sativum- Agglutinin (FITC-PSA) kann verwendet werden, um das Akrosom von Samenzellen fluoreszierend zu markieren, das dann verwendet werden kann, um den Status des Akrosoms unter Verwendung eines Fluoreszenzmikroskops zu beurteilen .

Entdeckung

Die Entdeckung dieses Prozesses wurde 1951 unabhängig von Min Chueh Chang und Colin Russell Austin berichtet .

Siehe auch

• Kortikale Reaktion
• Akrosomreaktion

Verweise

Weiterlesen

Externe Links

• Sperma+Kapazität an der US National Library of Medicine Medical Subject Headings (MeSH)